4.1 gspS promoter
經由實驗結果確認轉錄起始點在距離 start codon −88 nt 的位置 (圖 1)，由 +1 G 處開始轉錄，預測之 gspS promoter −35 為 TTGCGC，而 −10 為 TATGAT，
中間間隔 19 個核苷酸 (TTGCGC-N19-TATGAT)，此結果與 Finch 等人在 protease III (ptr) 的研究中提出之 ptr promoter 序列 (Finch et al., 1986)：
TTGCGC-N17-TATGAT，其−35 及−10 完全相同，而中間間隔僅有 2 bp 的差異。
除了這段為σ70所辨認的 promoter 之外，並無和其他 σ factor 辨認的序列相似，
如σ32：−35 為 TTGAAA，−10 為 CCCCATWT (W 為 A 或 T) (Nonaka et al., 2006)、
σ28：TAAA-N13-16-GCCGATAA (Zhao et al., 2007)。
4.2 BaeR 對 gspS 的調控
在先前 Nishino 等人的生物晶片分析中觀察到 BaeR 大量表現可使 gspS 的 表現增強；比較 wild type 和 BaeSR−兩種情況下 gspS 表現量，在 BaeSR−中 gspS 表現量相對於 wild type 中下降了 1.7 倍，沒有顯著不同；而加入 indole 培養 之實驗中，加與不加 indole 時 gspS 表現量之比值：在 wild type 中為 1.2，在
BaeSR−為 0.8，兩者差異並不大。他們利用此三種條件：會被 BaeR 過量表現
誘導、wild type 和 baeSR−兩種情況下的基因表現比值大於 2、在 wild type 中 加與不加 indole 的表現量比值大於 2，篩選出直接受 BaeSR 調節的 BaeSR regulon，gspS 並未包含在此 regulon 當中 (Nishino et al., 2005)。
實驗結果顯示，在大腸桿菌中 BaeR 確實可以誘導 gspS 的表現量上升 (圖 4A)，在 indole 加入與否 gspS 表現量之測詴也發現，wild type 和 BaeR−菌株中
基因表現量上升的比值也無太大差異 (圖 6)，與生物晶片分析結果符合。高濃 度的 indole 可能會因產生超氧化物 (superoxide) 導致細胞膜改變而對大腸桿 菌有毒性 (Garbe et al., 2000)，一般認為 indole 可以誘發 BaeSR 系統，使 BaeR 大量表現進而調控相關之基因表現 (Hirakawa et al., 2005, Nishino et al., 2005)，
因此 BaeR 雖然可以誘導 gspS 表現量稍微增加，但在 indole 培養實驗可能暗 示 indole 對於 gspS 的誘導並非經由 BaeSR 直接作用。
為了釐清 BaeR 對 gspS 的誘導是否為直接作用，將可能的 BaeR binding site 序列改變，觀察 BaeR 對 gspS 的誘導是否會造成影響，若是間接作用 BaeR binding site 突變應該不會改變對 gspS 的誘導，但若是直接作用，BaeR binding site 序列改變就可能會造成 BaeR 無法與之結合，導致 BaeR 無法誘導 gspS 表 現上升或是表現量增加的幅度下降。而從實驗結果可以看到，當 gspS 上游的 5’-GTACAGAATGTGAATTTTTTAACCCTTTGCGCC-3’當中之 TTTTTT 序列 置換成 GGGGGG 後 BaeR 便無法誘導基因表現 (圖 4B)，因此 BaeR 應該是直 接與 gspS 上之 cis-binding site 結合以增強 gspS 之基因表現，這部分還需要進 一步的實驗證明，透過 EMSA (Electrophoretic mobility shift assay) 來證實 BaeR 可以和 cis-binding site 的 DNA 片段結合，或是利用 DNase I footprinting 來確 認 BaeR binding site 的位置。此外，也可抽取這些 gspS-lacZ fusion 之 RNA 進 行 RT-PCR，進一步確認 BaeR 誘導可以使 gspS 產生更多 mRNA。
另一方面，indole 對 gspS 的影響是透過和其他雙成分控制系統交互作用 或是有其他因素造成則要再更多的研究探討。
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4.3 其他調控 gspS 之轉錄因子
除了 BaeR 之外，目前並沒有關於調控 gspS 轉錄因子之研究。利用 SoftBerry BPROM 對 gspS 上游 500 bp 進行分析之後，預測出 RpoH、Tus、PhoB 為可能的轉錄因子 (圖 1)，但預測的 RpoH (σ32) binding site 與 RpoH 保守序列 的差異太大，而 tus 主要是專一性的跟 Ter site 結合以中止細菌 DNA 的複製 (Neylon et al., 2005)，兩者對 gspS 調控的可能性不高。但 PhoB 為雙成分控制 系統之 response regulator，且其辨認的 pho-box 前半部分和 gspS 上之序列極為 相似：CTGTCATA(A/T)A(A/T)CTGTCAC (底線部分之序列) (Makino et al., 1986, Sanderson et al., 2003)，後續可以對 PhoB 和 gspS 之間的關係做更進一步 的研究。
4.4 gspS 之表現型
大腸桿菌 GspS 酵素的功能，目前已知主要是可進行 GSH 和 spermidine 之間醯胺鍵的合成與分解，其合成產物 Gsp 可還原雙硫鍵且還原能力比 GSH 更強 (Ariyanayagam et al., 2001)，因此 Gsp 可能也像其他小分子硫醇類 (GSH、
Trx、Grx) 一樣，參與細胞內對抗氧化壓力的部分。
但在以 H2O2造成細胞大量 ROS 情況下，對 wild type 和 gspS−的影響沒有 太大差異，由此結果推測 Gsp 可能和 Trx 和 Grx 系統一樣，在大腸桿菌中可 以部分取代各自抗氧化的功能，因而建構了 gspS 與對抗氧化相關基因 trxA、
trxB、grxA、grxB 之雙重突變，從實驗結果可看出在 gspS− grxA−、gspS−grxB− 突變株，對 H2O2更為敏感 (圖 8、9)，推測 Gsp 和 Grx 在細胞內可能有部分 功能是重疊的。後續可以做更進一步的研究，將帶有 gspS、Gsp amidase 或 Gsp synthetase 的質體放入這些雙重突變株中，觀察 H2O2對其是否有所改變，
如果 Gsp 確實參與細胞對抗氧化壓力，放入 gspS 與 Gsp synthetase 質體回復 其功能時，突變株應該更能抵抗 H2O2帶來的氧化壓力，而 Gsp amidase 無法 合成 Gsp，可能就沒有抵抗 H2O2的能力。
(Baba et al., 2006, Datsenko et al., 2000, Guzman et al., 1995, Kitagawa et al., 2005, Ruiz, 2008, Simons et al., 1987, Uzzau et al., 2001, Yu et al., 2000)