以色列

使用浮萍處理廢水中的營養鹽是一種很有效的方式，且其收成後又可供魚 類與家禽飼料之用。在以色列，van der Steen et al.設計一座具有 10 個水池的廢 水處理系統，將系統內的水池從入水處至出水處依序編號 1～10（圖 5‐50），並 依不同設計方式分成三部分(van der Steen et al., 1998)；以浮萍（Lemna giba）為 對象，探討其去除水中營養鹽的能力。第一部分具有 2 個水池，水池中僅栽植浮 萍，不進行其它處理，是待處理廢水進入整座系統的入口處。第二部分接於第一 部份後，有 3 個水池，但不栽植浮萍，而以藻類取代，用以移除病原性細菌

（bacterial  pathogens）。在出水口前是最後的第三部分，5 座水池內全部都栽 植浮萍，目的是為了去除藻類、吸收營養鹽及再淨化排出水的水質。每個水池的 容積是 63 公升、深度 29 公分、表面積 0.24 平方公尺。平均流速為 6.2 L‧hr^‐1， 滯留時間 4.2 天。實驗地位於以色列的那格夫沙漠區（Negev desert），整座系 統置於室外；夏季溫度達 30～35℃、冬溫為 20℃、年降雨量 90 公釐、平均每日 的全日照為 450～600 W‧m^‐2。廢水中的氨氮、有機氮、磷酸磷的濃度分別為 48

±20、6±9、17±2  mg‧L^‐1，硝酸氮的濃度低於可偵測值，COD 值 132±87  mg‧

L^‐1，pH 值 7.6～7.9。以每週一次的頻率採收每個水池上 50％的浮萍，以促使浮 萍良好的生長來避免藻類增生。 

廢水中有 90％以上的氮是以氨的形式存在，所有水池內的硝酸氮濃度都低 於 1.5  mg‧L^‐1，使得浮萍生長所需的氮源都是由氨氮所提供。浮萍最高的增長 率是出現在最靠近入水口的 1 號水池，達 8.2‐16.4 g‧m^‐2‧day^‐1。其餘水池的增 長率隨離入水口越遠而越低，最近出水處的 10 號水池內浮萍增長率只有 1 號的 37％。此實驗發現 COD 值的高低會影響浮萍的增長狀況，因為越高的 COD 值 代表水中的有機物含量與二氧化碳的濃度越高；而此狀態下，無氧呼吸分解所產 生的物質即可促進浮萍的增長。本實驗浮萍的增長並未受氨濃度影響，結果與許 多前人的試驗相異。是因為所使用的廢水中的氨濃度非常高，足夠供給浮萍在實 驗期間之生長所需，並不會造成限制條件。所以，第 1、6 和 10 號水池中的浮萍，

在氮含量上並無差異，每公克乾重有 0.059±0.006 克的氮。沙漠中強烈的日照及

均溫 11～27℃的溫差都不會抑制浮萍的生長；只有當水溫達 30～34℃時，增長 的狀況才會開始降低，浮萍也會從綠開始轉成黃色。系統內第三部分的 6 號水 池，亦即緊接在含藻類的水池後面者，有時也有觀察到浮萍呈現黃色的現象。在 此水池有檢驗出藻類存在並會不斷生長，唯有在 pH 值上升或個體間競爭提高 時，藻類生長才會減緩。 

氮在水池中增減的原因有浮萍的吸收、有機氮的顆粒沈澱、氨的揮發、硝 化與反硝化作用。浮萍在第 1、6 及 10 號水池的平均增長率分別為 10.8、7.4 與 6.6 g‧m^‐2‧day^‐1，而第 2、7、8 和 9 的估算值則分別是 10、7、7、與 7 g‧m^‐2‧ day^‐1，變異介在 4.1～16.4 g‧m^‐2‧day^‐1之間。換算之後，每公升的廢水有 5.3 mg，

也就是 18％的氮會被浮萍吸收。因為廢水中的氮有 90％是氨，所以經由沈澱作 用而損失的氮量非常低，分析結果只佔總減少量的 6％。至於反硝化作用，因受 水中低溶氧的影響，此作用並無法有效地移除水中的氮，故其貢獻只佔總減少量 的 3％。所以大部分的氮被移除的途徑是透過揮發過程，第 1、6 與 10 號水池中 的氨，以氨的形式揮發至大氣的量，分別佔總減少量的 66、59 及 59％。顯示以 氨的形式自水中揮發的方式，是此系統去除氮最重要過程，平均佔總減少量的 73％。 

圖 5‐50  van  der  Steen  et  al.  所設計的廢水處理系統，分為三個部分，共具 10 座水池(van der Steen et al., 1998)。 

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表 5‐16 van der Steen et al.  所設計的廢水處理系統對化學需氧量、懸浮固體、

氨氮、硝酸氮、有機氮與磷酸磷營養鹽的濃度變化與整體去除效率(van  der Steen et al., 1998)。 

  濃度（mg‧l^‐1）  去除效率（％） 

  輸入  輸出   

化學需氧量  132±87  49±20  55±26  總懸浮固體  37±34  11±4  57±31  氨氮  48±20  24±13  53±30 

硝酸氮  n.d.  2±1  ‐  以 Microcyctis  aeruginosa （ NIES‐87 ） 、 Anabaena  flos‐aquae （ NIES‐75 ） 與 Phormidium tenue（NIES‐512） 3 種藍綠藻為目標藻種，以水蘊草（Egeria densa）、 白花穗蓴（Cabomba  caroliniana）、聚藻（Myriophyllum  spicatum）、金魚藻

（Ceratophyllum  demersum）、牛毛氈（Eleocharis  acicularis）、綠葉眼子菜

（ Potamogeton  oxyphyllus）、馬藻（Potamogeton  crispus）、無柄花石龍尾

（Limnophila sessiliflora）和鼈藻（Vallisneria denseserrulata）  9 種水生植物為材 料，進行一系列的培養與添加實驗(Nakai et al., 1999)。 

（coexistence）、起始添加（initial addition）與半連續添加（quasi‐continuous  addition）3 種方式。共存培養是將 1 種藍綠藻與 1 種水生植物同時培養在同一 個培養容器中，於固定時間間隔內計數藍綠藻的細胞數量。另外的起始添加與半 連續添加試驗，是取培養水生植物聚藻的培養液（Myriophyllum  spicatum：100  g‐wet‧l^‐1），並以濾紙過濾後，將此溶液加入有藍綠藻的培養基中；差別是前 者只在第 1 天時加入，後者則是連續添加 5 天。 

在 共 存 培 養 的 試 驗 中 ， 將 藍 綠 藻 Microcyctis  aeruginosa 與 水 生 植 物 Ceratophyllum demersum 一起放於培養基中培養的結果顯示，在有 Ceratophyllum  demersum 存 在 時 ， Microcyctis  aeruginosa 的 生 長 情 形 會 明 顯 低 於 無 添 加 Ceratophyllum demersum 的控制組，且當 Ceratophyllum demersum 的量越多，生 長的速率會越低（圖 5‐51）。為瞭解其因果關係及排除養分與光照所造成的影響，

培養基中營養鹽分析的結果顯示，剩餘的氮磷含量皆足以提供藻類持續生長，而 光照即使是在培養瓶的底部亦是充足，故養分與光照皆不是造成此差異的主要因 素。所以可以非常確信地推論是由於 Ceratophyllum demersum 的存在，而造成了 Microcyctis aeruginosa 的生長速率下降。 

在共存培養中，3 種藍綠藻受 Ceratophyllum  demersum 的影響最大的是 Microcyctis aeruginosa，其次為 Anabaena flos‐aquae，而 Phormidium tenue 受到抑 制的情形最小（圖 5‐52）。Ceratophyllum demersum 對 Microcyctis aeruginosa 與 Anabaena flos‐aquae 的半效應濃度（EC⁵⁰）分別為 2.5 與 5 g‐wet‧l^‐1。此 9 種大 型藻的共存培養對 3 種藍綠藻的半效應濃度列於表 5‐17，可清楚看出 Anabaena  flos‐aquae 很 容 易 受 到 Egeria  densa 、 Cabomba  caroliniana 、 Myriophyllum  spicatum、Ceratophyllum demersum 與 Eleocharis acicularis 的抑制；而 Phormidium  tenue 則 是 受 Cabomba  caroliniana 、 Myriophyllum  spicatum 及 Limnophila  sessiliflora 的影響；至於 Microcyctis aeruginosa，除了 Potamogeton crispus 外的其 它 8 種水生植物對它都有明顯的抑制作用。依此，之後的起始添加與半連續添加 實驗將以 Microcyctis  aeruginosa 藍綠藻和水生植物 Myriophyllum  spicatum 為主 要使用對象。 

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圖 5‐51  將藍綠藻 M.  aeruginosa 與不同重量的 C.  demersum 共存培養後，M. 

aeruginosa 的生長曲線變化(Nakai et al., 1999)。 

圖 5‐52  共存培養中的 C. demersum 對 3 種藍綠藻生長的影響及其半效應濃度值 (Nakai et al., 1999)。 

表 5‐2    Nakai et al.使用的 9 種水生植物對 3 種藍綠藻之排它作用的半效應濃度 值(Nakai et al., 1999)。 

  藍綠藻

水生植物 M. aeruginosa  A. flos‐aquae  P. tenue 

E. densa  7  3  ‐ 

C. caroliniana  8  7  7 

M. spicatum  1  3.5  2 

C. demersum  2.5  5  ‐ 

E. acicularis  2  3  ‐ 

P. oxyphyllus  2.5  ‐  ‐ 

P. crispus  ‐  ‐  ‐ 

L.sessiliflora  5  ‐  4.5 

V. denseserrulata  5.5  ‐  ‐ 

‐：無或極低抑制作用。

圖 5‐53 與圖 5‐54 分別指出以 Myriophyllum  spicatum 的培養液過濾液，對 Microcyctis aeruginosa 進行起始添加與半連續添加後的結果。可清楚看出，起始 添加的方式對 Microcyctis aeruginosa 的生長只在前 2 天有些許的抑制作用，其後 與無添加過濾液的控制組，在生長率上並無差異。而半連續添加的結果則明顯不 同於起始添加，Microcyctis  aeruginosa 的生長情形幾乎完全受到 Myriophyllum  spicatum 的過濾液影響，細胞數量一直維持在一個偏低甚至些微遞減的狀況。所 以依此推論，Myriophyllum spicatum 所產生之排它物質，是需要不斷地釋放才能 對 Microcyctis  aeruginosa 的生長產生抑制的效果。而要達到半效應濃度則需要 65 g‐wet‧l^‐1的 Myriophyllum spicatum（圖 5‐55），比先前共存培養的 1 g‐wet‧

l^‐1高出許多（表 5‐17）。 

此一系列的試驗說明了 Myriophyllum spicatum 的排它作用在 3 種試驗設計 中，要抑制 Microcyctis aeruginosa 生長所需要的半效應濃度值有極大的差異。排 它作用在共存培養中有最高的效率，因為 Myriophyllum  spicatum 可以不斷地產 生排它物質來影響 Microcyctis aeruginosa，所以只要 1 g‐wet‧l^‐1的量就可達到半 效應濃度。而若要以添加的方式實行，半效應濃度則需要達 65  g‐wet‧l^‐1  Microcyctis spicatum 的過濾液，並連續性的添加，才能達到抑制的效果。至於起

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使添加的方式，則無法對 Microcyctis aeruginosa 產生任何的抑制作用。 

  圖 5‐53  以 M. spicatum 的培養基過濾液進行起始添加後，對 M. aeruginosa 生

長的影響(Nakai et al., 1999)。 

  圖 5‐54  以 M.  spicatum 的培養基過濾液進行半連續添加後，對 M.  aeruginosa

生長的影響(Nakai et al., 1999)。 

  圖 5‐55  不同濃度的 M. spicatum 培養基過濾液，對 M. aeruginosa 之生長產生

的抑制效果，其半效應濃度為 65 g‐wet‧l^‐1(Nakai et al., 1999)。 

Nakai et al.依上述之實驗結果，於 2000 年時繼續針對 Microcyctis spicatum 所產生的排它物質，利用 HPLC 與 APCI‐MS 進行定性分析與作用方式的探討 (Nakai et al., 2000)。由分析結果得知，培養 Microcyctis spicatum 後的過濾液中 含有多酚化合物（polyphenol），包括 pyrogallic acid（PA）、gallic acid（GA）、

ellagic acud（EA）及（+）catechin（CATECH）（圖 5‐56）。其中，前 3 種化 合物 HPLC 很容易可偵測到存在，但最後的（+）catechin 因為濃度很低，必須 使用 APCI‐MS 來進行檢測。 

圖 5‐57 顯示微囊藻 Microcyctis  aeruginosa 在受到 PA 的影響下，隨著 PA 的濃度越高，生長的速率會越低。在 PA 濃度為 1.26  mg‧L^‐1（10μM）的狀態 下，微囊藻的生長會明顯開始受到抑制，且數目也會開始減少，但仍可繼續存活。

再分別將不同濃度的 4 種多酚化合物放入培養基中，觀察其對微囊藻生長所造成 的抑制作用。圖 5‐58 由所呈現的結果就可發現，PA、GA、EA 與 CATECH 的 半效應濃度分別為 0.65、1.0、5.1 和 5.5 mg‧L^‐1；可見 PA 與 GA 對微囊藻的生 長是具有比較強的抑制作用，而 EA 與 CATECH 相較而下是較弱的。 

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圖 5‐56 M. spicatum 所含 4 種多酚化合物之化學結構(Nakai et al., 2000)。  

圖 5‐57  藍綠藻 M.  aeruginosa 受到不同濃度 PA 影響下的生長速率變化（○：

控制組、▲：0.63、□：1.26、●：2.52、△：5.04 mg‧L^‐1）(Nakai et  al., 2000)。 

  圖 5‐58  4 種多酚化合物對藍綠藻 M.  aeruginosa 生長所造成的影響（○：PA、

▲：GA、●：EA、□：CATECH）(Nakai et al., 2000)。 

而 PA、GA、EA 與 CATECH，這 4 種多酚化合物本身都具有易氧化的性 質。分別將 PA、GA、EA 與 CATECH 各 1.2、1.5、7.5、7.0 mg‧L^‐1放入培養 基中，其存留時間在前兩者 PA 與 GA 為 1 小時，EA 為 12 天，CATECH 則為 8 天，之後這些化合物將完全因氧化而消失。而 Nakai et al.為了解這些已氧化的 化合物是否也有同樣的排它作用，便將其以人為方式完全氧化後放入培養基中，

而 PA、GA、EA 與 CATECH，這 4 種多酚化合物本身都具有易氧化的性 質。分別將 PA、GA、EA 與 CATECH 各 1.2、1.5、7.5、7.0 mg‧L^‐1放入培養 基中，其存留時間在前兩者 PA 與 GA 為 1 小時，EA 為 12 天，CATECH 則為 8 天，之後這些化合物將完全因氧化而消失。而 Nakai et al.為了解這些已氧化的 化合物是否也有同樣的排它作用，便將其以人為方式完全氧化後放入培養基中，