批次式藻類毒性詴驗

當確定連續式培養母槽穩定之後，即可以開始藻類毒性詴驗。毒性詴 驗之營養基質為參考 U.S. EPA 標準方法，而後修改濃度配製。將自行設計 之純水曝氣設備儲存實驗所需使用之稀釋水，以含 0.5﹪二氧化碳（CO2） 及 99.5% 氮氣（N₂）之混合氣體進行曝氣，藉此降低營養基質中之溶氧值 並增加其 CO2濃度以提高藻類所需的碳源。而當 CO2溶於水時會使 pH 下 降，因此曝氣前稀釋水會先加入些許 0.1N 之氫氧化鈉（NaOH），使曝氣 後之 pH 值可控制在 7.5 ± 0.1 的範圍內。曝氣時之氣體流量約為 600ml/min，

經過 15 至 20 分鐘的曝氣後，溶氧值可接近 1.7 mg/l。迅速將純水筒之蓋 子蓋上，以防止空氣中的氧氣溶進稀釋水中。

99.5% N2

+ 0.5% CO2

Flow meter

5L

Bottle with faucent Pipette

圖 4.9.2.1 The diffuser system of deion-water

再由穩定狀態之連續式培養母槽中取出適量之藻液，分別加入 BOD 瓶中使詴驗時藻類之初始細胞密度為 1.5 ×10⁴ cells/ml。之後再迅速加入曝 氣好之稀釋水至八分滿，然後加入所需濃度之毒性物質以達到詴驗濃度，

最後在補滿稀釋水做最後的水封動作，以防止詴驗期間毒性物質的逸散。

每次實驗一組八瓶，重複三次。每組之第一瓶為控制組，即不加入任何毒 性物質，藉此了解在移植之過程中是否有其他因素影響到藻類之正常生 長。

當藻液、稀釋水及毒性物質皆分別加入 BOD 瓶中後，測量各瓶之溶 氧值，視為初始溶氧值（Initial DO，DO_i），並由各瓶中取出少量之溶液（約 1ml），以計數初始藻液細胞密度是否為 1.5 ×10⁴ cells/ml。然後將 BOD 瓶 置於培養箱內迴轉式震盪混合器上震盪。實驗條件控制在溫度 24 ± 1℃，

光照來自於上方平行照射，強度為 64.5 ± 10 μEm^-2s^-1 (4300±10% Lux) 之白冷光燈，震盪頻率為 100rpm。

從植入藻種開始，每 8 ~ 12 小時頇注意 BOD 瓶上水封是否因蒸發或 其他因素而減少，適當的加上去離子水，使水封確實。於 48 個小時後量 測各個 BOD 瓶中之溶氧值，視為最終溶氧值（Final DO，DO_f）。由最終 溶氧值減掉初始溶氧值可得到一溶氧差，為淨溶氧值（ΔDO）。即 DO_f － DO_i＝ΔDO。由此淨溶氧值及毒性物質濃度即可由 Probit 模式分析求得此 毒性物質於詴驗終點為溶氧值時之 EC₅₀值。

在量測完溶氧值後，緊接著用顆粒計數器量測每個 BOD 瓶的藻類細 胞密度，由此計算藻類之生長率，並藉由 Prbbit 模式分析求得以藻類細胞 密度為詴驗終點時之 EC₅₀值。

圖 4.9.2.2 藻類毒性詴驗流程圖

稀釋水曝氣約 15 分鐘備用；於 BOD 瓶中加入適當藻液使其最後密度為 15000 cells/ml，將稀釋水注入 BOD 瓶至八分滿後再加入毒性物質，接著再以稀釋

水注滿 BOD 瓶

量測 BOD 瓶內之初始溶氧值記錄後水封

48hr,100rpm 震盪培養

將固態培養基之藻種接種至液態培養基下，置於 100rpm，光度 64.5 ±10﹪μEm^-2s^-1，恆溫 24±1℃震盪培養使其生長穩定

移至母槽，開始入流營養鹽進行連續式培養，待其穩定

於母槽中取出適量藻液以顆粒計數器計數之，記錄其細胞密度及平均細 胞體積

量測 BOD 瓶內之最終溶氧，pH 值以及細胞密度，記錄之

以程式計算實驗的 EC50值，繪製計量反應曲線，探討數據